ELISA實驗總重復不出？90%新手栽在這里！

 ELISA（酶聯(lián)免疫吸附分析）利用抗原-抗體的免疫反應以及高效催化反應酶的有機結合而發(fā)展起來的一種綜合性技術，已成為多種生物標志物及生物活性檢測中的常客。早在今年2月，本公眾號轉(zhuǎn)發(fā)了題為酶聯(lián)免疫吸附測定（ELISA）新手上路：原理、類型及步驟考量的推文，幫大家理清了基礎流程。然而許多剛剛接觸ELISA實驗的小伙伴反饋，盡管對ELISA流程已經(jīng)背的滾瓜爛熟，但是實驗結果總是令人沮喪——批間差異大，批內(nèi)變異多，明明條件一樣，卻死活重復不出數(shù)據(jù)。別急，今天這篇推文聚焦本實驗室總結的最關鍵隱形坑，從操作步驟到影響程度，幫你把問題捋明白，更快上手ELISA！

一、抗原、抗體及分析物的稀釋：最關鍵也最易踩坑

       很多人覺得“稀釋不就是加液體混勻嗎？"，但恰恰是這步，藏著導致結果不穩(wěn)定的核心原因。先給大家舉個常見例子：要配制4 mL、工作濃度為2 萬倍的抗體稀釋液，新手常犯的兩種操作，其實都有不小的誤差風險。

錯誤操作1：直接移取極少量原液稀釋

       不少同學會直接移取0.4 μL抗體原液，加入8 mL PBS中（或0.2 μL原液加入4mL PBS），渦旋混勻后當作2萬倍稀釋液。

        這種操作的問題，出在移液誤差上：移液時槍頭插入深度、槍頭/移液槍的批次差異、反復吹打的次數(shù)，都會影響實際移取體積。更關鍵的是，當移取體積小于1 μL時，誤差會被急劇放大——假設移液槍的固有誤差是±0.1 μL，移取0.4 μL時誤差率就達到±25%，而移取2 μL時誤差率僅±5%。這樣一來，不同批次配制的2萬倍稀釋液，實際濃度可能差出一大截，結果自然無法重復。

錯誤操作2：多次倍比稀釋+反復轉(zhuǎn)運

        有些同學意識到少劑量的抗體/抗原并不能取準，會選擇“分步稀釋"：先移取2 μL抗體原液到2.5 mL PBS中，渦旋配成2.5千倍稀釋液，通過重復倍比稀釋步驟，得到2萬倍稀釋液。

       看似“謹慎"，但這種方法不僅消耗更多抗體和耗材，還會因抗體的非特異性吸附導致濃度不準。抗體本質(zhì)是蛋白質(zhì)，會通過靜電作用、疏水作用（非共價鍵）吸附在EP 管等容器內(nèi)壁——哪怕 PBS 能維持蛋白結構穩(wěn)定，也只能輕微減弱這種吸附，無法wanquan避免。更麻煩的是，這種操作要經(jīng)歷3次稀釋液轉(zhuǎn)運，每次轉(zhuǎn)運都會有5%-10% 的抗體吸附在容器壁上。按zuidi5% 損失計算，3次轉(zhuǎn)運后，最終稀釋液的實際濃度只剩理論值的86%（0.95×0.95×0.95≈0.86）；若損失達 10%，多次倍比稀釋下的溶液最終濃度甚至會降到目標濃度的六成以下（0.9³≈0.73，0.9⁴≈0.66，0.9⁵≈0.59）。

      我們也做過對照試驗驗證：同樣是配制2萬倍稀釋液，4-5次倍比稀釋后，實測OD值比直接稀釋組下降了近50%。這種稀釋步驟的差異，還會導致 “方陣滴定找到的最佳反應量" 與 “后續(xù)標曲建立的濃度" 不匹配，進一步放大結果誤差。另外要提醒的是，相關研究表明蛋白質(zhì)的非特異性吸附還受稀釋液在容器中的停留時間、環(huán)境溫度、容器材質(zhì)的影響，所以實驗中必須盡可能統(tǒng)一這些條件。

正確操作：分裝凍存+一步稀釋，減少誤差

1.先分裝抗體，避免反復凍融

        拿到抗體后，先分成兩部分：一部分作為原液分裝成小劑量密封凍存（-20℃或-80℃），另一部分加入“凍存保護液"（甘油+PBS，甘油體積占比>30%，防止凍融時蛋白變性），按效價稀釋20-200倍備用。這樣既能保證批間濃度穩(wěn)定，也能避免原液意外污染或浪費。

2.低濃度時加BSA，維持蛋白穩(wěn)定

       通常來講，如果稀釋后抗體終濃度低于10 μg/mL，記得在稀釋液中加入少量牛血清蛋白（BSA），BSA能模擬抗體的生存環(huán)境以充當其在體外儲存的“保護劑"，減少抗體因濃度過低導致的構象改變，保證反應活性。

3.一步稀釋到位，減少轉(zhuǎn)運

        還是以配制4 mL 2W倍抗體稀釋液為例：直接取20 μL提前稀釋好的100倍抗體液，加入4 mL PBS中渦旋混勻即可。

Tips：這里有個小疑問，要不要扣除抗體溶液本身的體積？其實我們認為，只要加入的抗體液體體積不超過總體積的2%（比如4 mL總體系中加20 μL，占比0.5%），對最終濃度的影響可以忽略，不用額外計算。

二、移液槍加樣熟練度：別讓“手抖" 毀了整板實驗

        如果說稀釋是ELISA 的 “基礎工程"，那移液槍加樣技巧就是決定結果穩(wěn)定性的關鍵工序。哪怕導師反復強調(diào)移液規(guī)范，很多新手還是會忽略：看似簡單的吸液-加液，其實藏著影響批內(nèi)批間差異的大問題。新手常犯的2個加樣誤區(qū)：

1.手抖濺液，貼壁加樣救場？

        新手加樣時容易手抖，導致液體濺出酶標孔外。這時不少人會下意識把移液槍槍頭抵住酶標孔壁加樣，覺得這樣更穩(wěn)——但這是典型的“錯上加錯"。

一方面，貼壁加樣會讓液體順著孔壁流下，無法快速與孔內(nèi)已有的靶標/抗原充分混合，導致結合反應不chedi；另一方面，槍頭接觸孔壁時，可能會把前一孔的液體帶到相鄰孔，造成交叉污染。最終的結果就是：同一批次內(nèi)，不同孔的檢測值差異顯著，數(shù)據(jù)根本沒法用。

2.忽視加樣力度與速度，反應體系“失衡"

        以間接競爭ELISA為例，shouci加入50 μL PBS或標準品時，液體量通常無法wanquan覆蓋酶標板底部。這時候，后續(xù)抗體加樣的 “沖擊力" 就很關鍵，合適的沖擊力能讓液體快速混勻，確保反應充分；但如果力度不當，要么混合不勻，要么濺起液體污染孔壁。

        更易被忽略的是移液槍性能差異：不同品牌、不同最大量程、不同通道數(shù)的移液槍，“一槍到底"時的沖擊力wanquan不同。如果重復試驗中使用具有差異較大的移液器，結果則會參差不齊。

另外，加樣速度也會拉大批間差異。對96孔板用單槍加樣時，熟練后需控制在一分半鐘以內(nèi)。如果加樣太慢，先加樣的孔已經(jīng)開始反應，后加樣的孔才剛接觸試劑，相當于不同孔的反應時間差了好幾分鐘，結果自然無法平行。

正確加樣操作：3個關鍵參數(shù)+反復練習

      想要掌握穩(wěn)定的加樣技巧，核心是記住這幾個要點，再通過反復練習形成肌肉記憶：

角度：移液槍槍頭與垂直方向可保持15-30° 夾角，既避免垂直加樣時手指無法穩(wěn)定發(fā)力，也能確保液體精準入孔。

高度：槍頭距離酶標孔上沿3-5 mm，不要太高（防止液體濺出），也不要太低（避免接觸孔壁污染）。

速度與力度：快速、穩(wěn)定地將液體注入孔中，利用液體注入的沖擊力讓孔內(nèi)組分充分混合（不用額外吹打，避免氣泡產(chǎn)生）。

記住：哪怕理論記得再熟，只有通過幾百上千次的加樣練習，才能做到“手不抖、液不濺、速度穩(wěn)"。

三、其他“隱形殺手"：這些細節(jié)最易被忽略

       除了稀釋和加樣，ELISA實驗中還有幾個 “不起眼" 的細節(jié)，實則對結果影響極大，新手往往栽在這些地方。

1.溫度

        溫度對ELISA的影響，體現(xiàn)在實驗的每一步：溶液配制、加樣、孵育，哪怕是1-2℃的差異，都可能讓結果跑偏。對于沒有恒溫條件的實驗室，早中晚室溫差異明顯（比如早上22℃、中午26℃），直接導致不同批次的反應速率不同；甚至同一批次實驗，從冰箱拿出來的試劑沒回溫就直接用，也會讓局部反應溫度過低。孵育箱 “位置差"：酶標板的擺放位置也會影響加熱速度，靠近孵育箱內(nèi)壁的酶標板升溫更快，中間的升溫慢，這會加劇“邊際效應"（酶標板周邊孔的讀數(shù)比內(nèi)側(cè)孔高）。

建議：實驗前先讓試劑回溫至室溫（通常25℃），孵育時將酶標板放在孵育箱中間位置，若需多次實驗，盡量固定在每天同一時間段進行，減少溫度波動。

2.通用試劑的適配性：別迷信萬能配方

        很多人覺得“ELISA 通用試劑隨便用就行"，但實際上，試劑與實驗體系的 “適配性" 比 “通用性" 更重要。以封閉液為例，大部分實驗用脫脂奶粉封閉沒問題，但遇到某些特殊抗體（比如某些納米抗體和針對糖基化位點的抗體）時，脫脂奶粉中的成分可能無法wanquan封閉酶標板空白位點，或與抗體發(fā)生非特異性結合，導致背景信號飆升、檢測靈敏度下降。此外，基礎緩沖液與顯色液：PBS、CB、二抗、顯色液等，也可能存在批次失效或體系不兼容的問題。比如PBS存放過久pH值偏移，會影響抗原-抗體結合；顯色液過期則會導致顯色變淺，讀數(shù)偏低。

娜連生物建議：當實驗出現(xiàn)多次非預期結果（如背景高、標曲線性差）時，別只排查抗原抗體，先對所有試劑做交叉驗證，排除試劑適配性問題。